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La micropropagation d’Annona glabra L. à partir de segments nodaux

Published online by Cambridge University Press:  10 January 2006

Soami Fernanda Caio Deccetti ,
Renato Paiva ,
Patricia Duarte de Oliveira Paiva  and
Magdi Ahmed Ibrahim Aloufa
Soami Fernanda Caio Deccetti
Affiliation:
Département de Biologie, Université Fédérale de Lavras, CP 37, 37200-000, Lavras, MG, Brésil
Renato Paiva
Affiliation:
Département de Biologie, Université Fédérale de Lavras, CP 37, 37200-000, Lavras, MG, Brésil
Patricia Duarte de Oliveira Paiva
Affiliation:
Département d’Agriculture, Université Fédérale de Lavras, CP 37, 37200-000, Lavras, MG, Brésil
Magdi Ahmed Ibrahim Aloufa
Affiliation:
Département de Botanique, écologie et zoologie, Université Fédérale du Rio Grande do Norte, 59072-970, Natal, RN, Brésil
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Abstract

Introduction. La propagation in vitro d’A. glabra L. non encore étudiée pourrait permettre de remédier à certaines difficultés de multiplication de cette espèce fruitière ligneuse. Des techniques de micropropagation ayant été déjà expérimentées avec succès avec d’autres espèces d’Annona (A. squamosa, A. cherimola, A. muricata), nous avons cherché à développer un système complet de micropropagation d’A. glabra L. en utilisant des explants de jeunes plantules. Matériel et méthodes. Pour la phase de prolifération de bourgeons axillaires (durée 30 jours), des boutures de segments nodaux prélevées sur la tige de jeunes plantes matrices ont été mises en culture dans un milieu de base MS supplémenté en différentes concentrations de BAP, utilisée seule ou en combinaison avec différentes concentrations d’ANA, et avec ou sans 1,0 mg de GA3·L–1. À l’issue de cette phase, le nombre moyen de tigelles obtenues par explant et leur taille moyenne ont été mesurés pour chacun des traitements. Pour l’enracinement des tigelles obtenues à l’issue de cette prolifération, diverses concentrations d’AIB et différents pH du milieu ont été testés (durée 15 jours). À la fin de cette phase, le nombre moyen de racines obtenues par tigelle et leur taille moyenne ont été évalués. L’acclimatation des microplants a ensuite été suivie en conditions contrôlées pendant 21 jours. Résultats et discussion. Tous les traitements, même ceux dépourvus de régulateurs de croissance, ont permis d’obtenir en moyenne 1,5 tigelles par segment nodal. Toutefois, les tigelles les plus développées ont été obtenues en utilisant 0,5 mg·L–1 de BAP utilisé seul. L’addition de 1,0 mg de GA3·L–1 au milieu de multiplication n’a pas été favorable au développement des tigelles. Durant l’expérimentation in vitro, une nécrose de l’extrémité des tigelles et une abscission foliaire ont pu être observées ; cela pourrait être lié à un déficit en calcium et à l’accumulation d’éthylène à l’intérieur du récipient de culture. Le pourcentage le plus élevé de boutures enracinées et le plus grand nombre de racines produites par explant ont été obtenus sans addition d’AIB au milieu de culture, en utilisant 4,0 mg·L–1 de charbon actif et un pH de 5,0. Les microplants avec racines ont été acclimatés avec succès.

Keywords

BrazilAnnona glabraplant propagationmicropropagationculture mediaculture techniquesplant growth substancesBrésilAnnona glabramultiplication des plantesmicropropagationmilieu de culturetechnique de culturesubstance de croissance végétale
Type
Research Article
Information
Fruits , Volume 60 , Issue 5 , September 2005 , pp. 319 - 325
Copyright
© CIRAD, EDP Sciences, 2005

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References

Lemos, E.E.P., Blake, J., Micropropagation of juvenile and mature Annona squamosa L., Plant Cell Tissue Organ. Cult. 46 (1) (1996) 77–79. CrossRef
Padilla I.M.G., Encina C.L., Micropropagation of adult cherimoya (Annona cherimola Mill.) cv. Fino de Jete, In vitro Cell. Dev-Pl. 40 (2) (2004) 210–214.
Encina, C.L., Barcelo-Munhoz, A., Herrero-Castano, A., Pliego-Alfaro, F., In vitro morphogenesis of juvenile Annona cherimola Mill. bud explants, J. Hortic. Sci. 69 (6) (1994) 1053–1059. CrossRef
Encina, C.L., Padilla, I.M.G., Cazorla, J.M., Caro, E., Tissue culture in cherimoya, Acta Hortic. 497 (1999) 289–301. CrossRef
Lemos, E.E.P., Blake, J., Micropropagation of juvenile and mature Annona muricata L., J. Hortic. Sci. 71 (3) (1996) 395–403. CrossRef
Rasai S., George A.P., Kantharajah A.S., Tissue culture of Annona spp. (cherimoya, atemoya, sugar apple and soursop): a review, Scientia Hortic. 62 (1/2) (1995) 1–14.
Murashige, T., Skoog, F., A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture, Physiol. Plantarum 15 (1962) 473–497. CrossRef
Lloyd G., McCown B., Use of microculture for production and improvement of Rhododendron spp., HortScience 15 (416) (1980) abst. 321.
Demétrio C.G.B., Modelos lineares generalizados na experimentação agronômica, in: Anais do 5° simpósio de estatística aplicada à experimentação agronômica, Reunião Anual da Sociedade Internacional de Biometria, 38, Porto Alegre, Brazil, 1993.
Tanuwidjaja, C., Webb, D.T., Sagawa, Y., Micropropagation of Akia (Wikstroemia uva-ursi A. Gray), Plant Cell Tiss. Org. 53 (2) (1998) 85–90. CrossRef
Gomes G.A.C., Propagação in vitro de moreira (Maclura tinctoria), UFLA, Dissertação, Lavras, Brasil, 1999, 91 p.
Jordan, M., Velozo, J., Sabja, A.M., Organogenesis in vitro of Nothofagus alpina (P. et E.) Oerst., Fagaceae, Plant Cell Rep. 15 (10) (1996) 792–795.
Zobayed, S.M.A., Armstrong, J., Armstrong, W., Multiple shoot induction and leaf and flower bud abscission of Annona cultures as affected by types of ventilation, Plant Cell Tissue Organ. Cult. 69 (2) (2002) 155–165. CrossRef
George E.F., Plant propagation by tissue culture, part I. The technology, 2nd ed., Edington: Exegetics, UK, 1996, 1574 p.
Yui, E., Pasqual, M., Ramos, J.D., Nagib, N., Chalfun, J., Ishida, J.S., Influência de reguladores de crescimento na proliferação in vitro de brotos do porta-enxerto de macieira M-7, Pesquisa Agropecuária Brasileira 28 (5) (1993) 597–602.
Lemos, E.E.P., Blake, J., Control of leaf abscission in nodal cultures of Annona squamosa L., J. Hortic. Sci. 71 (5) (1996) 721–728. CrossRef
Armstrong, J., Lemos, E.E.P., Zobayed, S.M.A., Justin, S.H.F.W., Armstrong, W., A humidity-induced convective through flow ventilation system benefits Annona squamosa L. explants and coconut colloid, Ann. Bot-London 79 (1) (1997) 31–40. CrossRef
Harbage, J.F., Stimart, D.P., Auer, C., pH affects 1H-indole-3-butyric acid uptake but not metabolism during the initiation phase of adventitious root induction in apple microcuttings, J. Am. Soc. Hortic. Sci. 123 (1) (1998) 6–10.
Harbage, J.F., Stimart, D.P., Evert, R.F. Anatomy of adventitious root formation in microcuttings of Malus domestica Borkh. ‘Gala’, J. Am. Soc. Hortic. Sci. 118 (5) (1993) 680–688.
Gill, M.I.S., Singh, Z., Dhillon, B.S., Gosal, S.S., Somatic embryogenesis and plantlet regeneration on calluses derived from seedlings explants of ‘Kinnow’ mandarin (Citrus nobilis × Citrus deliciosa Tenore), J. Hortic. Sci. 69 (1994) 231–236. CrossRef
Grattapaglia D., Machado M.A., Micropropagação, in: Torres A.C., Caldas L.S., Buso J.A. (Eds.), Cultura de tecidos e transformação genética de plantas, ABCTP/EMBRAPA – CNPH, Brasília, Brasil, 1998, p. 331–353.